MANEJO DEL DOLOR EN ANIMALES DE COMPAÑÍA NO CONVENCIONALES – Ierino,S et al.

XIII CONGRESO NACIONAL DE AVEACA
Bs. As. 19 y 20 de Setiembre de 2013
Asociación de Veterinarios Especializados en Animales de Compañía de Argentina

MANEJO DEL DOLOR EN ANIMALES DE COMPAÑÍA NO CONVENCIONALES
Vet Ierino,S1,2, Vet. Regner, P1,3,4 , Vet. Jara; C1,Vet. Echavarría, M5

1Unidad de Animales de Compañía No Convencionales. Hosp. Esc. de Med. Vet., FCV, UBA. Av.
Chorroarín 280. C.A.B.A.;2Cátedra de Medicina, producción y tecnología de fauna acuática y terrestre.
FCV, UBA..3Lab de Toxinopatología, CPEyA, Fac. de Med., UBA. José E. Uriburu 950, 5º. C.A.B.A.
4Cátedra de Inmunología, FCV, UBA,5Práctica privada
sandraierino@hotmail.com ; pablo.regner@gmail.com;claudia.jaravet@yahoo.com.ar;
echevanest@yahoo.com.ar

 

Introducción
Existen varios aspectos que justifican el uso de los analgésicos, como ser el ético, el legal (relacionado
con la Ley Nacional 14.346 de Protección Animal) y el fisiopatológico. Como una breve y necesaria
introducción al tema, podemos decir que los estados de dolor provocan una estimulación del sistema
nervioso simpático que a su vez desencadena la liberación de catecolaminas. Estas dan lugar a un
aumento de la contractibilidad y frecuencia cardíaca, taquicardia y vaso constricción periférica que
aumentan la presión arterial y el consumo de oxígeno del miocardio. La centralización de la circulación
da lugar a un aumento de la irrigación de los órganos parenquimatosos con lo que también incrementa
su absorción y consumo de oxígeno. Por el contrario, periféricamente empeora la oxigenación a causa
de la vasoconstricción lo que puede generar acidosis. Si el dolor se mantiene por períodos
prolongados pueden producirse estados de shock con bradicardia, hipotensión, CID y aumento de la
permeabilidad vascular. En el peor de los casos lleva a un shock neurogénico. Cuando el dolor se
localiza en tórax y abdomen se produce una reducción de los movimientos respiratorios y la
consiguiente hipoventilación. Este desequilibrio produce una hipoxia generalizada, acidosis respiratoria
y metabólica. Como el volumen inspirado es cada vez menor se producen atelectasias pulmonares que
predisponen a las neuropatías, muy frecuentes en estas especies.
Un síntoma importante de dolor es la inapetencia, provocada directamente por el dolor e
indirectamente por la disminución de la motilidad intestinal debida a la estimulación simpática. Este
enlentecimiento retarda el vaciado gástrico lo que aumenta el riesgo de vómitos y neumonías
aspiratorias si el animal no estaconciente. También se manifiesta con sialorrea, melena o heces
decoloradas.
La estimulación permanente de la circulación de catecolaminas también puede desencadenar un
colapso circulatorio. El organismo produce endorfinas que ejercen un importante efecto analgésico. Un
valor elevado de endorfinas se considera índice de dolor y estrés. El dolor permanente también
aumenta la liberación de la hormona antidiurética que da lugar a un aumento de la reabsorción de
agua en los riñones y condiciona un desplazamiento del equilibrio del líquido del cuerpo (alteración de
la diuresis). También favorece la liberación de cortisol de la corteza suprarrenal debido a la
estimulación simpática y al desarrollo de la hipoxemia. Este aumento en los valores de cortisol y la
liberación de catecolaminas provoca una inmunosupresión generalizada, inhibición de la mitosis y
motilidad de los linfocitos T, de la mitosis leucocitaria y de la producción de linfoquinas así como
reducción de la capacidad de fagocitosis. Esto conlleva a un retardo en la curación de heridas, un
aumento a las infecciones y posibilidad de aumento de crecimiento tumoral. El dolor permanente causa
alteraciones del comportamiento como agitación, depresión, tendencia a esconderse y agresividad lo
que puede llevar a la auto mutilación.
Esta introducción a la fisiopatología del dolor presenta diferencias entre las distintas especies que
deberán ser consideradas en el momento de considerar la analgesia más adecuada
Los receptores del dolor son denominados nociceptores y se encuentran principalmente en piel y otros
tejidos. Son terminaciones libres que reaccionan frente a estímulos mecánicos, térmicos, químicos
(endógenos) Una lesión tisular provoca la liberación de serotonina, ACTH, histamina, K+ e H+ con la
consiguiente formación de bradiquinina y PG, el dolor visceral es transmitido a través de las fibras C
(no mielínicas) de conducción lenta que incluso se mantiene después de ceder el estímulo.
La utilización de analgésicos está indicada para todos los vertebrados pues el procesamiento de la
información nociceptiva es una característica común del grupo, aunque presenta diferencias
evolutivas, tanto en las rutas sensitivas como en las conexiones tálamo-corteza cerebral.
El veterinario de estas especies puede enfrentarse a la dificultad de identificar la presencia del dolor
con frecuencia los síntomas pueden pasar inadvertidos o ser muy inespecíficos, como evitar el
estimulo nocivo, lamerse, saltar, vocalizar o escaparse. Sin embargo, mediante el entendimiento y
observación cuidadosa es posible identificar signos que indiquen dolor ya que algunos estudios
demuestran que inclusive los peces pueden manifestar algunos de ellos, como por ejemplo el
frotamiento de la parte afectada e incremento en la frecuencia respiratoria. En animales de compañía
no convencionales, existe una alta variabilidad entre especies que es necesario considerar en el
momento de la analgesia.
El objetivo de la analgesia es evitar el sufrimiento, facilitar el manejo, estabilizar la situación general
normalizando las funciones circulatorias, respiratorias, diuréticas, gastrointestinales (apetito) y
endócrinas así como prevenir el shock neurogénico.
El dolor también puede manejarse con medidas adyuvantes como vendajes, compresas frías, férulas,
pero siempre acompañadas con drogas analgésicas.
Los analgésicos ideales deben dar alivio rápido y eficaz, no tener efectos sedantes, no deprimir la
respiración, tener buena tolerancia gástrica, posibilidad de utilizar varias vías de administración y tener
efecto a largo plazo.
Analgesia en aves
A pesar de que actualmente se consideran las aves como un grupo que se encuentra dentro de la
clase Sauropsida (antes Reptilia), debido a sus diferencias a fines prácticos las consideraremos en
forma aparte
En las aves la sintomatología típica de la especie pasa desapercibida por el reflejo de huída
relacionada con su condición de presa.
Parte de los parámetros a considerar son:
* Posiciones antiálgicas: muy importantes para detectar el origen del dolor, especialmente en
miembros inferiores y superiores.
* Comportamiento social: es frecuente observar el aislamiento social y/o la agresión de los
congéneres.
* Temperamento: pueden presentar miedo, agresión.
* Nivel de cuidado o acicalado: el plumaje luce descuidado y sucio. También puede haber exceso
de acicalado en los casos de dolor localizado.
* Vocalizaciones: tanto la falta de canto como los gritos excesivos pueden revelar un proceso
doloroso.
* Ingestión de comida y agua: en general se encuentra reducida.
* Peso: puede detectarse una pérdida de peso debida a la disminución del consumo de alimentos.
* Eliminación de orina y heces: se observa una disminución relacionada con el menor consumo
tanto de comida como de agua.
Si bien existen una amplia gama de analgésicos que pueden utilizarse en las aves hay que considera
la gran variabilidad en la respuesta analgésica o en la sensibilidad según la especie.

Anestesia local
La anestesia local no se usa frecuentemente por sus efectos adversos y el estrés asociado al
procedimiento y la restricción física. Las rapaces pueden presentar alta sensibilidad y toxicidad a la
procaína, lidocaína y benzocaína. Cuando se utiliza se debe tener cuidado de evitar vasos o zonas
altamente vascularizadas. Los signos clínicos de toxicidad son dependientes de la dosis y van desde
la depresión hasta las convulsiones.
1-Anestésicos locales:
a. Benzocaína: utilizado en aves pequeñas
b. Bupivacaína: tiene acción corta en aves.
i. A dosis de 2 mg/kg en patos alcanza niveles altos hasta 6 – 12 hs post administración. Posee
posibles efectos tóxicos. Además, se reportó toxicidad en combinación con ketoprofeno.
(Mulcahy, 2001)
ii. A dosis de 3 mg/ 0,3 ml de SF vía intraarticular es útil para artritis (Hocking, 1997)
iii. Combinada con medetomidina produce buen bloqueo perineural.
c. Lidocaína: requiere dilución 1:10 en aves pequeñas para evitar efectos tóxicos.
i. Dosis: 1-3 mg/kg. Dosis mayores a 4 mg/kg pueden causar convulsiones o muerte (Huckabee,
2000; Paul-Murphy, 2001)
d. Ropivacaína:
i. 7,5 mg/kg comienza a hacer efecto a los 15 minutos y tiene una duración de 110 minutos.

Manejo de la analgesia sistémica
El dolor en aves está mediado por vías neurales y neurotransmisores muy semejantes a mamíferos,
sin embargo, existen diferencias en la población de receptores. Los primeros estudios farmacológicos
realizados en palomas, demostraron que estas aves tienen mayor cantidad de receptores ? que µ.
La falta de respuesta al fentanilo y otros agonistas µ puede ser atribuida a una razón
farmacodinámica, corroborando la hipótesis de Clyde y Paul-Murphy (1999) y Mansour (1988), relativa
a la menor concentración de receptores-µ para los cuales este fármaco es agonista. Esta razón es
también la que podría explicar el buen funcionamiento del butorfanol (agonista-antagonista mixto)
(Clyde y Paul-Murphy, 1999).
El fentanilo, la codeína y la morfina son agonistas puros-µ y se ha observado que hacen falta dosis
muy elevadas para producir un efecto analgésico (Hoppes y col.,2003). Lo mismo sucede con los
agonistas-parciales (buprenorfina).
Actualmente el butorfanol, agonista-?- antagonista-µ, es el fármaco de elección para el tratamiento del
dolor en aves (Paul-Murphy y col, 1998); además diferentes estudios en psitácidas han demostrado
que su administración en anestesia con isoflurano disminuye las dosis de este último (Concannon y
col, 1994).
En aves, además del efecto analgésico, se ha descrito la presencia de sedación y depresión
respiratoria (Machin, 2005).
2-AINES
a. Aspirina: efectivo como analgésico, antipirético y antiinflamatorio en algunas especies. No
administrar con tetraciclinas. No presenta efectos adversos.
i. 5 a 150 mg/kg o 325mg/ 250cc de agua. (Marx, 1996)
b. Ibuprofeno:
i. 5-10 mg/kg PO cada 8-12 hs
c. Meloxicam:
i. Puede producir leve congestión glomerular y tubular en periquitos australianos
(Melopsittacus undulatus) a los 3 – 7 días de tratamiento a dosis de 0,1 mg/kg cada
12- 24 hs En palomas y pollos se triplica su vida media (Baert, 2003)
ii. 0,1 – 1 mg/kg cada 12 – 24 hs.
d. Fenilbutazona: está asociada a casos de mortalidad en algunas especies. Se usa en psitácidos
y rapaces.
i. 3,5 – 7 mg/kg cada 8-12 hs PO
ii. 20 mg/kg cada 8 hs PO
e. Piroxicam: para dolores crónicos.
i. 0,5 mg/kg PO cada 12 hs.
f. Dipirona: para dolores abdominales
i. 20- 25 mg/kg SC/IM/EV cada 8- 12 hs
g. Carprofeno: de acción analgésica, antipirética y antiinflamatoria. Puede requerir dosis elevadas
por vía bucal (Paul-Murphy 2001) Su efecto comienza a las pocas horas Está contraindicado
en enfermedades renales, hepáticas y cardíacas.
i. 1 – 10 mg/kg se utiliza en casos de artritis
h. Ketoprofeno: aines no narcótico, antiinflamatorio, analgésico y antipirético. Tiene rápida
absorción vía bucal o IM (Graham.2001).
i. Está contraindicado en enfermedades renales, hepáticas y cardíacas. Hay reportes de
mortalidad en algunas especies dentro de las 48 hs. En periquitos australianos puede
provocar a los 3-7 de tratamiento congestión glomerular, degeneración y dilatación de
túbulos renales a dosis de 2 mg/kg
i. Acetaminofeno:
i. 5 mg/l de agua La sobredosis se asocia con hepatotoxicidad.
j. Celecoxib:
i. Mejora los signos de síndrome de dilatación proventricular a las 2 semanas en
psitácidos (Dahlausen 2002)10 mg/kg cada 24 hs
k. Diclofenac:
i. Asociado con mortalidad de algunas especies por lesiones renales 12 mg/kg para
palomas
l. DMSO:
i. 1 ml /kg tópico
m. Indometacina:
i. 0,02 mg/ 100 g
n. Megluminato de flunixin: con propiedades antiendotóxicas, antipiréticas y analgésicas, puede
ser útil en casos de shock y traumas. Puede producir diarrea y vómitos o regurgitación. luego
de su aplicación (Joseph 1998) Potencialmente nefrotóxico. (Dorrestein 2001) Controlar el
nivel de hidratación.
i. No usar por más de 5 días. Se reporto isquemia (a partir del tercer día de tratamiento a
dosis de 5 mg/kg) y necrosis en los túbulos renales (a partir de los 7 días) en
periquitos australianos (Pereira 2004) En patos hay reportes de necrosis IM en el sitio
de la aplicación. (Machin 2001).
ii. 1-10 mg/kg.
3- Opioides
a. Meperidina: opioide de corta acción.
i. 1-4 mg/kg tiene efectos analgésicos
b. Tramadol: análogo sintético de la codeína
i. 5- 7,5 mg/kg hasta 30 mg/kg PO cada 6 hs.
c. Fentanilo: opioide agonista de corta acción. Reduce la dosis de isofluorano sin mucho efecto en
sangre, presión de O2 y CO2. En cacatúas tiene rápida absorción y eliminación y no presenta
cambios en la presión de O2 y CO2.
i. En varias especies, a dosis mayores a 0,2 mg/kg produce hiperactividad en los primeros 15
– 30 minutos.
ii. En pollos, vía intraarticular no tiene efecto analgésico. (Gentle, 1999).
d. Buprenorfina: potente opiáceo de larga duración, analgésico y sedante utilizado para controlar
dolores postoperatorios. Está contraindicada en insuficiencia hepática o disfunción respiratoria.
No se recomienda combinar con otros opiáceos.
i. En dosis de 0,1 mg/kg no produce efectos analgésicos en el loro gris africano (Psittacus
erythacus) Paul-Murphy, 1999).
ii. 0,01- 0,05 mg/kg.
e. Butorfanol: opiáceo sintético con efecto analgésico y sedante. Controla el dolor abdominal y el
post quirúrgico. Está contraindicado en insuficiencia hepática. No se recomienda utilizar la vía
bucal por su baja disponibilidad (menos al 10%) En rapaces vía EV tiene acción muy corta (1-2
hs)
i. Puede combinarse con el midazolam para tener efecto de volteo.
ii. Es el más utilizado en psitácidos a dosis de 1- 4 mg/kg IM cada 4 hs Puede administrarse
solo o con AINES por ejemplo, el meloxicam 0,5 mg/kg IM PO cada 12 hs o carprofeno 2-4
mg/kg PO cada 12 hs. Usar con precaución en pacientes deshidratados
iii. 1 – 3 mg/kg (Murphy, 2001).
f. Carfentanilo: agonista opioide muy potente Puede combinarse con xilacina.
i. 0,02-0,03 mg/kg.

Analgesia en Reptiles
Los reptiles son una Clase de vertebrados con una gran diversidad de especies, con características
evolutivas, anatómicas y fisiológicas, muy diferentes que hacen casi imposible su comparación con los
mamíferos. Considerando que de por si la evaluación del dolor en animales, al no hablar, es compleja,
si además agregamos que ante la presencia de dolor los reptiles no gesticulan, no vocalizan
(exceptuando algunas especies de tortugas y geckos), no responden igual que los mamíferos (donde
ya tenemos el “ojo clínico” preparado) a los mismos estímulos y poseen características de
comportamiento particulares, vemos que nos encontramos en una situación compleja. Entonces, la
pregunta es cómo evaluar la presencia de dolor en un reptil?
Existen varias formas de encarar esta problemática con diferentes resultados:
1. Anticipar el nivel de dolor por extrapolación de experiencias anteriores:
a. De una especie perteneciente a otra Clase taxonómica: No corresponde, ni tiene utilidad
extrapolar entre un mamífero o un pez y un reptil.
b. De una especie de otro Orden taxonómico: En este caso, la utilidad sigue siendo escasa, ya
que la respuesta de una tortuga o un caimán no es extrapolable a una serpiente, a modo de
ejemplo sería como comparar la respuesta de una vaca con la de un perro.
c. De una especie del mismo Orden: este caso sería útil dependiendo la cercanía evolutiva
dentro del Orden. Como vamos a observar posteriormente, es con este tipo de información que
se toman decisiones terapéuticas actualmente.
d. De la misma especie: Esta es extrapolación correcta, hasta se podría llegar a considerar a
especies del mismo género.
2. Modificación del comportamiento normal:
Es la forma más utilizada para verificar la presencia o no de dolor. Debido a las cientos de
especies que pueden llegar a nuestro consultorio, para evaluarla correctamente debemos saber a
ciencia cierta con que especie nos enfrentamos y que características posee la misma. Por otro
lado, para evaluar esto, la consulta debería ser domiciliaria, ya que en este tipo de especies, la
forma y disposición del ambiente (recinto) y las características del macro y microambiente
modifican en su totalidad el comportamiento normal del animal. Obligando a evaluar al ejemplar
dentro de ese contexto. Algunas conductas anormales que se relacionan con dolor son:
* Hipo/Anorexia
* Decaimiento, apatía o agresividad exacerbadas
* Permanecer siempre dentro del escondite (sensación de debilidad o estrés crónico).
* Permanecer dentro de la fuente de agua (dolor en cavidad celómica o exceso de calor
ambiental).
* Disnea (dolor en cavidad celómica, exceso de temperatura, estrés crónico)
* Cambios de color, tendencia a coloraciones marrones y/o negras (dolor y/o estrés agudo)
* En las especies que poseen párpados móviles, se observa desde su continuo cierre hasta
presión extrema de la musculatura de la cabeza. (dolor moderado a intenso)
* Posiciones álgidas (evitan el contacto con la zona dolorida)
* Vocalizaciones a la palpación de zonas álgidas (tortugas en general y familia Gekkota).

3. Evaluación de parámetros fisiológicos
A diferencia de los mamíferos los parámetros fisiológicos en reptiles no son buenos indicadores
de la presencia de dolor debido a que estos pueden estar modificados por variedad de factores
como ser cambios en la temperatura, estrés por traslado, EMO, época de muda o de brumación,
periodo desde la última comida, etc.
Habiendo evaluado al paciente, el siguiente paso sería poder tratarlo para evitar la aparición y/o
disminuir la sensación de dolor existente. A pesar de que los primeros trabajos sobre analgesia en
reptiles comenzaron hace más de 40 años (Hinsch y col., 1969) la información con la que contamos
sigue siendo escasa. Actualmente se conoce la presencia de algunos componentes neuroanatómicos
implicados en la nocicepción (Liang & Terashima, 1993; Stoskopf, 1994), se reconocieron
mecanismos antinociceptivos endógenos que regulan la respuesta al dolor (Gans & Gaunt, 1992;
Stoskopf, 1994) y se identificaron en reptiles algunos neutransmisores que actúan en la modulación
de la nocicepción en mamíferos (de la Iglesia y col., 1994). Igualmente los trabajos existentes que
evalúan tanto la nocicepción como la farmacocinética y farmacodinamia de las diferentes drogas
analgésicas en reptiles son escasos. Esto último se debe en parte a la inexistencia de un modelo de
estudio consistente en estas especies, ya que como sabemos los modelos en mamíferos evalúan
principalmente la termoalgesia y esta respuesta no está del todo definida en reptiles y por otra parte
en que una importante cantidad de especies poseen tamaños ínfimos. Otra problemática común con
la que nos enfrentamos es la de que tanto estos últimos estudios como los neuroanatómicos fueron
realizados en un par de especies, por lo que su extrapolación a otras especies puede tener poca
exactitud. Considerando estas dificultades veremos con que herramientas contamos:

1. Anestésicos locales
Se los utiliza para drenaje de abscesos y toilette quirúrgica en laceraciones y quemaduras
superficiales. No existen estudios que determinen las dosis tóxicas. No se recomiendan diluciones
mayores a 1:2.
a. Lidocaína 2% 2-5 mg/kg, probado en Iguana iguana (Mader, 1998)
b. Bupivacaína 0.5% 1-2 mg/kg c/4-12 hs, I. iguana (Mader, 1998).
2. AINES
No existe información actual del rol de la ciclooxigenasa en la fisiopatología del dolor en reptiles
(Mosley, 2011), a pesar de esto los AINES son los analgésicos mayormente utilizados en estos
para tratamientos de varios días y en presencia de dolor leve/moderado.
a. Meloxicam
i. 0.03 mg/kg IM en Phytonregius, no se encontró diferencia con el control de SF (Olesen y
col, 2008)
ii. 0.4 mg/kg IM generó analgesia en Pogona vitticeps evaluado con un modelo de
electroestimulación (Greenacre et al, 2008)
iii. Un estudio de farmaocinética/dinamia determinó que una dosis de 0.2 mg/kg en I. Iguana
genera durante 24 hs una concentración plasmática asociada a analgesia en mamíferos
pero no confirma la analgesia en la Iguana (Hernandez-Divers y col, 2004).
iv. Hasta 5 mg/kg c/24 hs por 10 días (Trnkova y col., 2007) y por 12 días (Hernadez-Divers y
col., 2004) no generaron anormalidades clínicas ni histopatológicas en Iguana iguana.
v. Las dosis utilizadas son 0,5 mg/kg oral o IM en Trachemys scripta elegans (Rojo-Solis y col,
2009) y 0,1-0,3 mg/kg oral o SC c/24-48 hs (Hernadez-Divers y col., 2004; Fleming, 2008).
b. Ketoprofeno
i. 2 mg/kg IM generó analgesia en Pogona vitticeps evaluado con un modelo de
electroestimulación (Greenacre et al, 2008)
ii. 2 mg/kg SC o IM c/24 hs(Lawton, 1999) fueron efectivos en I. iguana, datos clínicos.
iii. Un estudio farmacocinético determino en I. Iguana que 2 mg/kg IM genera durante 48 hs
una concentración plasmática asociada a analgesia en mamíferos pero no confirma el
efecto analgésico.(Tuttle y col, 2006).
iv. Dosis utilizada 2 mg/kg SC o IM c/24 hs.
c. Carprofeno:
i. 2-4 mg/kg IM generó analgesia en Pogona vitticeps evaluado con un modelo de
electroestimulación (Greenacre et al, 2008)
ii. Dosis utilizada 1-2 mg/kg oral o SC c/24-72 hs. Solo apoyado por trabajos clínicos. (Lawton,
1999)
d. Meglumine de Flunixin
i. Dosis utilizada 0,1-0,5 mg/kg IM c/12-24 hs (Lawton, 1999) y 0,5-2 mg/kg IM c/12-24 hs
(Schumacher &Yelen, 2006). Basados en descripciones personales de los autores.

3. Opioides
Por más que hace años que se conoce la presencia de receptores opioides en reptiles (de la
Iglesia y col., 1994; Xia y col., 2001) su distribución y la función que cumplen en la fisiopatología
del dolor es aún poco clara. Un estudio realizado en Trachemys scripta elegans determino que la
termoanalgesia dependiente de opioides estaría relacionada principalmente con los receptores µ
con poca o nada actuación de los receptores d (Sladky y col, 2009). Se utilizan pre, intra y
postquirúrgicos para dolor moderado/severo y crónico.
a. Buprenorfina
i. 0,02-0,1 mg/kg en Iguana iguana no mostro efecto analgésico utilizando un modelo de
electroestimulación (Greenacrey col, 2006).
ii. 0,075-0,1 mg/kg SC generó una concetración plasmática asociada a analgesia en el
humano durante 24 hs en Trachemys scripta elegans (Kummrow et al, 2008).
iii. Dosis utilizadas 0,01-0,1 mg/kg (Bennett y col, 1999)
b. Butorfanol
i. 2-20 mg/kg no generó analgesia en Pogona vitticeps ni 2 mg/kg en Panterophis guttata. 20
mg/kg generó cierta analgesia en Panterophis guttata (Sladkiy col, 2008). Este estudio se
evaluó mediante termoalgesia.
ii. 2,8-28 mg/kg no generó analgesia en Trachemys scripta elegans (Sladkiy col, 2007).
Evaluado mediante termoalgesia.
iii. 1 mg/kg no generó efecto en Iguana iguana (Fleming & Robertson, 2012). Mediante
termoalgesia.
iv. 1 mg/kg no generó disminución de necesidad de Isofluorano en Iguana iguana (Mosley y
col, 2003)
v. 5 mg/kg no generó analgesia en Python regius (Oleseny col, 2008). Fue evaluado mediante
variación en los parámetros fisiológicos.
vi. 1,5 mg/kg IM, produjo disminución del movimiento de cola en Iguana iguana bajo un
modelo de electroestimulación. (Greenacre, 2006).
vii. 1,5-8 mg/kg IM, produjo disminución del movimiento de cola, cuerpo y cabeza en Pogona
vitticeps bajo modelo de electroestimulación. (Greenacre, 2008).
viii. Dosis utilizada: 0,4-2 mg/kg SC o IM c/12 hs. Basados en descripciones personales de los
autores.
c. Tramadol
i. 10-25 mg/kg vía oral generó analgesia en Trachemys scripta elegans al igual que 10 mg/kg
SC. (Baker y col., 2011). Evaluada mediante termoalgesia.
ii. 11 mg/kg oral generó analgesia en Pogona vitticeps bajo modelo de electroestimulación
(Greenacrey col, 2008)
iii. Dosis utilizada 10-25 mg/kg oral en tortugas y 11 mg/kg oral en Saurios
d. Meperidina
i. 20 mg/kg IM c/12-24 hs (Lawton, 1999). Resultadosclínicos.
e. Morfina
i. 1 mg/kg IM generó analgesia en Pogona vitticeps bajo modelo de electroestimulación
(Greenacrey col, 2008)
ii. 1.5-6.5 mg/kg IM generó analgesia Trachemys scripta elegans pero con una depresión
respiratoria marcada (Sladky y col, 2007). Evaluada mediante termoalgesia.

En conclusión podemos decir que la evaluación del dolor y su manejo en reptiles es algo relativamente
complicado pero que por otro lado se encuentra en un momento neto de desarrollo y de búsqueda de
nuevos modelos de evaluación más efectivos (electroestimulación) y de nuevas drogas más eficaces.
Hay que reconocer que actualmente se trabaja diariamente sobre la información brindada por unos
pocos trabajos científicos sumada a una cadena de información proveniente de pruebas empíricas que
a su vez se extrapolan de una especie a cualquiera otra dentro del mismo Orden sin tener en cuenta
las posibles diferencias fisiológicas de cada una. Al igual que otras especialidades dentro de los
ANCN, la algiología en reptiles es una muy buena rama para la investigación, la generación de nueva
información y el desarrollo profesional.

Analgesia en pequeños mamíferos
Los pequeños mamíferos constituyen un grupo de animales que presentan un desafío al cínico
veterinario a la hora de implementar un tratamiento debido a:
* Dificultad referida a las vías de administración de medicamentos en los pequeños animales
* Especies que por su naturaleza de ocultar signos clínicos para no ser predados no manifiestan
dolor hasta los estadíos finales de la enfermedad.

En caso de tratarse de afecciones dolorosas, si bien se deben realizar todos los esfuerzos para
resolver las enfermedades de base, es preciso recurrir a la analgesia para manejar el dolor y optimizar
la calidad de vida del animal. Los signos de dolor que pueden percibirse en pequeños mamíferos son
los siguientes:
* Agresión
* Acicalamiento excesivo o ausencia del mismo
* Inactividad
* Actitud de esconderse en el fondo de la jaula
* Postura encorvada
* Taquipnea
* Polidipsia
* Anorexia que puede derivar en íleo
* Hipertermia o hipotermia
* Rechinado de dientes
* Traumatismo autoinflingido sobre el áerea dolorosa
* Vocalización
* Regurgitación
* Salivación
* Convulsiones
* Pérdida de peso
* Cambios en el consumo de agua y comida.

En la actualidad se sabe que en el dolor y en la percepción del mismo confluyen varias rutas
fisiológicas, motivo por el cual con un solo tipo de fármaco no se alivia el dolor en forma completa. Hoy
en día se opta por una analgesia de tipo balanceada incluyendo distintos tipos de fármacos para
neutralizar los estímulos dolorosos ya sea a nivel cerebral, medular o en nervios periféricos.
Como regla general los analgésicos empleados en la clínica diaria en los pequeños mamíferos se
utilizan combinando opiodes con Aines, en caso de tratatarse de dolor moderado a grave u opiodes
con bloqueo regional central o periférico en caso de tratarse de dolor severo e intenso.

1- Anestésicos locales
La analgesia local de corto plazo permite examinar el área dolorosa o la administración IV de
sustancias sin generar estrés en el paciente. Las dosis de anéstesico local se deben calcular con
cuidado para evitar la sobredosificación ante la posibilidad de absorción sistémica.
En conejos se pueden emplear anéstesicos locales combinando lidocaína 2-4 mg/kg + bupivacaína 1-
3mg/kg (dosis máximas) para obtener una analgesia más prolongada (Jordi Jiménez, 2009)

2-AINES
Constituyen una buena opción para el manejo del dolor en forma práctica y accesible. Conforman un
conjunto de diversos fármacos, la mayoría ácidos orgánicos que comparten un mecanismo de acción
que es la inhibición de enzimas ciclooxigenasas del metabolismo del ácido araquidónico anulando la
síntesis de prostaglandinas con la consecuente analgesia, por bloqueo de la sensibilidad periférica.
Las mezclas racémicas de los AINES son las responsables de la distinta efectividad o toxicidad de un
fármaco en dos individuos, inclusos de la misma especie.
El empleo de AINES está limitado a la administración a animales que cuenten con una buena
hidratación, normotensos, sin coagulopatías, y que no padezcan enfermedad renal, gástrica o
hepática.
Los fármacos que se utilizan en la cínica diaria son:
a. Meloxican: AINE de elección en pequeños mamíferos .Es un fármaco accesible que se
encuentra disponible en diversas presentaciones comerciales. Posee baja toxicidad y en general
es bien tolerado .Favorece la síntesis de GAG desde los condrocitos. Ocasionalmente puede
producir irritación gastrointestinal. No debe ser utilizado en caso de sospecha de lesión renal.
i. Su uso está indicado sobre todo para tratamientos prolongados como es el de las afecciones
musculoesquelèticas (osteoartritis,fracturas).
ii. 0,1-0,2 mg/kg cada 24 hs oral en conejos.
iii. 1-2 mg/kg oral SC,en ratones y ratas.
b. Acetaminofeno Buen analgésico, pero sin actividad antiinflamatoria.
i. 200-500 mg/kg oral en conejos.
ii. 1-2 mg/ml en el agua de bebida, en todas las especies.
c. Ácidoacetilsalicílico. Eficaz analgésico, antipirético e antiinflamatorio.Debe usarse con
precaución porque produce irritación gástrica, y anorexia. Produce analgesia leve en conejos.
i. 100 mg/kg cada 8-24-48 hs oral en conejos.
ii. 50-100 mg/kg cada 4 hs oral, en cobayos.
iii. 100-200 mg/kg cada 6-8 hs oral, en chinchillas.
iv. 100-150 mg/kg cada 4 hs oral en gerbos, hámster, ratones y ratas.
d. Carboprofeno: En la actualidad es un fármaco que se encuentra disponible en diversas
presentaciones comerciales.Es muy buen analgésico pero con menor actividad antiiflamatoria.
No interfiere en la síntesis de proteoglicanos.Puede producir también irritación gástrica y
anorexia.Su uso está indicado en patologías con dolor articular de tipo crónico.
i. 2,2 mg/kg cada 12 hs oral en conejos.
ii. 1-2 mg/kg cada 12-24 hs oral. 4 mg/kg cada 24 hs SC, en cobayos.
iii. 4 mg/kg cada 24 hs SC, en chinchillas.
iv. 5 mg/kg cada 24 hs SC, en gerbos, hámsters, ratones y ratas.
v. 1,5 mg/kg cada 12 hs oral, en ratas.
e. Meglumina de flunixin: AINE de acción rápida y efecto antiinflamatorio potente pero con
elevados efectos secundarios a nivel GI y renal tras administraciones repetidas. Si con la
primera dosis no se controló el dolor es poco probable que responda con dosis adicionales, que
sí aumentarían la probabilidad de desarrollar toxicidad. Se recomienda emplear otros AINES
más seguros reservando su uso para casos de shock endotóxico. No se indica su uso por más
de 3 días. Produce moderado nivel de analgesia en caso de dolor visceral u ortopédico. La
aplicación IM es dolorosa. La forma inyectable de flunixin puede ser usada por vía oral
mezclándola con un jarabe palatable.
i. 1,1 mg/kg cada 12 hs SC-IM en conejos.
ii. 1-2 mg/kg cada 24 hs SC, en cobayos.
iii. 1-3 mg/kg cada 12 hs SC, en chinchillas.
iv. 2,5mg/kg cada 12-24 hs SC, en gerbos, hámsters.
v. 1,1-2,5 mg/kg cada 12 hs SC-IM, en ratas.
vi. 0,3-2 mg/kg cada 12-24 hs oral IM –IV, en ratones.
f. Piroxicam: Se indica en caso de tratamientos prolongados de hasta 3 semanas en
tumefacciones asociadas a fracturas en conejos.
i. 0,2 mg/kg cada 8 hs oral en conejos.
ii. 3,4-20 mg/kg oral, en ratones.
g. Ibuprofeno: Analgésico,antiinflamatorio que podría presentar efectos adversos
gastrointestinales.
i. 10-20 mg/kg cada 4-8 hs oral en conejos.
ii. 10 mg/kg cada 4 hs oral, en cobayos.
iii. 7,5 -15 mg/kg cada 4 hs oral, en ratones.
iv. 10-30 mg/kg cada 4 hs oral, en ratas.
h. Ketoprofeno: Se presenta en el mercado veterinario hoy en día también en varias
presentaciones comerciales.Su indicación es para el manejo del dolor crónico en afecciones de
tipo musculoesqueléticas.
i. 1mg/kg cada 12-24 hs IM en conejos.
ii. 1mg/kg cada 12-24 hs SC-IM, en cobayos y chinchillas.
iii. 5mg/kg cada 24 hs SC, en gerbos, hámsters.
iv. 5mg/kg cada 24 hs oral IM, en ratas.

3-Opioides
Los opiodes bloquean la transmisión de los estímulos dolorosos hacia los centros superiores al actuar
sobre los receptores pre y postsinápticos de los nervios sensitivos primarios a nivel de la médula
espinal. También actúan a nivel de los centros superiores para producir analgesia según la afinidad
que posean sobre uno, dos o tres receptores pudiendo actuar como agonistas o antagonistas con la
consecuente variabilidad en su actividad farmacológica.
Los opiodes tienen un efecto tope después del cual su administración aunque sea a dosis más elevada
no produce mayor analgesia. Empleados en las dosis adecuadas son seguros y efectivos para aliviar
el dolor. Se usan con frecuencia en pacientes críticos porque su acción es rápida, son potentes y
muchos de ellos con posibilidad de ser revertidos en forma farmacológica. Se emplean para el control
del dolor visceral agudo o crónico.
a. Morfina: Es un agonista que proporciona una analgesia eficaz cuando el dolor es intenso.Sus
efectos secundarios son principalmente la sedación y la depresión respiratoria. Post-inyección
provocan hipotermia e hipomotolidad gastrointestinal con disminución de secreciones
concomitantes que pueden llevar a constipación.
i. 2-10 mg/kg cada 2-4 hs SC-IM en conejos
ii. 2-5 mg/kg cada 4 hs SC-IM, en cobayos
iii. 2-5 mg/kg cada 2- 4 hs SC, en gerbos, hámsters, ratas y ratones
b. Nubaína: Antagonista agonista.
i. 1-2 mg/kg cda 4-5 hs IM-EV en conejos
ii. 1-2 mg/kg cada 3 hs IM, en cobayos
iii. 4-8 mg/kg cada 3 hs IM, en gerbos, hámsters, ratones y ratas
c. Buprenorfina: Es un agonista antagonista con efecto sedante, más potente que la morfina y con
menos efectos adversos.Se indica para la analgesia postquirúrgica principalmente asociada a
extracciones dentales o tratamiento de abcesos.Parece ser el opiode menos propenso a afectar
la motilidad, provocando íleo o éstasis gástrico.
i. 0,01-0,05 mg/kg cada 8-12 hs SC-IM-EV en conejos
ii. 0,05 mg/kg cada 8-12 hs SC, en cobayos y chinchillas
iii. 0,01-0,05 mg/kg cada 8-12 hs SC-IV, en gerbos, hámsters
iv. 0,02-0,5 mg/kg cada 6-12 hs SC-IV-IP, en ratas
v. 0,05-2,5 mg/kg cada 6-12 hs SC-IP, en ratones
d. Butorfanol: Es un agonista antagonista, con efecto sedante, más potente que la morfina y que la
meperidina y, con menos efectos adversos. Proporciona una buena analgesia
visceral.Disminución de la frecuencia cardíaca, respiratoria, ptialismo y náuseas son efectos
secundarios raramente descriptos.
i. 0,1-0,5 mg/kg cada 2-4 hs SC-IM-EV en conejos
ii. 0,4-2mg/kg cada 4-12 hs SC, en cobayos
iii. 0,2 -2 mg/kg cada 4 hs SC-IM, en chinchillas
iv. 1-5 mg/kg cada 4 hs SC, en gerbos, hámsters
v. 0,2-2 mg/kg cada 2-4 hs SC-IM, en ratas y ratones
e. Meperidina: Indicada en casos de dolor moderado
i. 5-10 mg/kg cada 2-3 hs SC-IM en conejos
ii. 10-20 mg/kg cada 2-3 hs SC-IM, en cobayos
iii. 20 mg/kg cada 2-3 hs SC-IM, en gerbos, hámsters, ratones y ratas
f. Tramadol: Es un fármaco muy útil par tratar el dolor agudo, crónico o post-quirúrgico
i. 10mg/kg cada 24 hs oral en todas las especies (Yarto Jaramillo,2009)
4-Benzodiacepinas
Presentan cierto grado de actividad analgésica debido a su acción sobre neuronas internunciales de la
médula espinal produciendo relajación muscular.
a. Midazolan
i. 0,25-050 mg/kg IM-EV (Yarto Jaramillo, 2009) en todas las especies
b. Diazepan
i. 1-3 mg/kg IM en conejos
ii. 0,5-3 mg/kg IM en cobayos
iii. 3-5 mg/kg IM en gerbos, hámster, ratas y ratones
5- Agonistas alfa adrenérgicos
a. Xilacina: Potente acción analgésica, sedante y de relajación muscular. Producen efectos
adversos cardiovaculares como hipertensión arterial y luego hipotensión. Asociada a su
empleo se ha descripto la aparición de cataratas en roedores. La opacidad aparece en 1 o 2
horas y se resuelve en varias horas o dìas. Son útiles para cirugías traumatológicas y para
disminuir el dolor ante espasmos musculares.
i. 1-5 mg/kg SC-IM en conejos.
Manejo del dolor intraquirúrgico

En apartados anteriores de este texto, se han expuesto las dificultades más comunes encontradas a la
hora de evaluar el dolor en pacientes pertenecientes a los distintos órdenes y las opciones
terapéuticas más apropiadas en la práctica de la clínica médica. El objetivo de este segmento
responde a puntualizar algunas diferencias que se producen respecto de los aspectos citados
anteriormente, cuando no encontramos en un procedimiento quirúrgico.
Si bien a la hora de programar un protocolo anestésico se tienen en cuenta una gran variedad de
factores que incluyen el tratamiento de dolor y la disminución del stress en los períodos prequirúrgico y
postoperatorio, describiremos en este apartado las características diferenciales del dolor intraquirúgico
por cuestiones de pragmatismo didáctico. Las drogas utilizadas, son las mismas que las citadas en
párrafos anteriores y como bien ha quedado manifestado en los mismos, existe una gran diversidad de
opciones, dosis, respuestas y opiniones según diversos autores.
Una de las principales diferencias del dolor intraquirúrgico, respecto del dolor tratado en la clínica
médica, radica en la posibilidad de contar con un número de variables obtenidas por el monitoreo
minucioso, que nos permite el estado de quietud del paciente y el soporte tecnológico que sea factible
adecuar a la situación. Este hecho puede facilitar la identificación de un proceso nociceptivo agudo por
las variables fisiológicas, siendo especialmente cierto en aves o mamíferos y casi imperceptible en
reptiles, debido a la vaga respuesta de su sistema nervioso ante el estímulo nociceptivo.
Otro aspecto referido al monitoreo, es la facilidad de evaluar el alcance negativo de las drogas
utilizadas y de ser posible, su cuantificación a efecto para lograr analgesia ponderando sus efectos
deletéreos. Esta técnica permite amortiguar los impactos de las drogas sobre el organismo y corregir
las discrepancias de las dosis encontradas en la bibliografía, adaptándolas a cada paciente. En este
contexto, drogas que son poco versátiles en la práctica clínica adquieren un rol preponderante en la
analgesia intraquirúrgica. Se puede ejemplificar este hecho con el uso del Fentanilo o drogas
emparentadas, que tienen una vida media muy corta y permiten una infusión continua titulada a efecto.
La anestesia en animales no tradicionales y la analgesia como un componente particular de la misma,
respeta los preceptos generales de la anestesiología, aunque por determinantes anatómicas y
fisiológicas, son numerosas las modificaciones necesarias para tornar eficiente el evento anestésico.
En muchas ocasiones, las mejores adaptaciones disponibles tanto en los equipos de administración
anestésica, como en los de monitorización, no llegan a producir una eficiencia proporcional a la
obtenida en caninos (verbigracia: relación espacio muerto / volumen del circuito anestésico).
Otra característica relacionada al control del dolor intraquirúrgico, esta dado por el hecho de contar con
una mayor cantidad de herramientas para compensar efectos no deseados. La gran mayoría de las
anestesias se realizan contando con al menos una vía endovenosa permeable y en muchos casos con
una vía aérea permeable también. Estas vías, constituyen en si mismo el primer paso de una
resucitación cardiopulmonar y por ende, permiten implementar maniobras correctivas en casos
extremos. Es importante recordar, que la analgesia intraquirúrgica es un componente importantísimo
del procedimiento, pero no el único y por ende se debe contemplar el efecto global obtenido como
resultado de la combinación de las drogas analgésicas, las drogas anestésicas, las técnicas
empleadas y las respuestas fisiopatológicas de cada individuo. En este sentido, y teniendo en cuenta
que los procedimientos anestésicos en muchas especies no convencionales están asociados a un
mayor riesgo que especies como el canino, el autor considera de gran utilidad el uso de drogas de
corta duración o aquellas que presentan la posibilidad de ser revertidas fácilmente (por ejemplo
dexmedetomidina).
La posibilidad de realizar infusiones continuas de analgésicos con bombas de infusión de jeringa,
permite administrar cantidades precisas de drogas que pueden ser tituladas a efecto. Debido a
complicaciones extra que debemos enfrentar en individuos muy pequeños, donde toda maniobra se
hace más dificultosa y en momentos de urgencia nos quita velocidad de respuesta, la infusión continua
manifiesta su superioridad al permitirnos discontinuar la administración de la droga si esta resulta
deletérea para la homeostasis.
Estas características diferenciales permiten el uso de drogas más “peligrosas” o la regulación de sus
dosis de acuerdo a las necesidades impuestas por cada caso. Esta es tal vez la ventaja principal dada
por las condiciones del acto anestésico, ya que el dolor se manifiesta como un proceso dinámico
coincidente con las maniobras quirúrgicas realizadas.
A la hora de elaborar el protocolo analgésico, es muy importante tener en cuenta el tipo de dolor que
vamos a tratar, ya que junto a la intensidad del dolor existente – ya evaluado en el paciente o supuesto
por el tipo de procedimiento que vamos a realizar – constituyen las dos determinantes mayores en
cuanto a la elección de drogas analgésicas que resulten efectivas. La mayoría de las oportunidades, el
dolor quirúrgico responde a un carácter típicamente nociceptivo, combinado con dolor de origen
inflamatorio. Por este motivo, suele resultar muy útil la combinación de un opioide adecuado, con el
uso de un AINEs o eventualmente un glucocorticoide.
Si el dolor tiene un origen visceral, la dexmedetomidina se convierte en la primera elección del autor,
que puede ser administrado por infusión continua sólo o acompañado por un opioide. En este punto es
importante destacar una piedra angular del tratamiento del dolor, implícito en el concepto anterior, que
es el tratamiento multimodal y preventivo, donde la combinación de drogas nos permite disminuir las
dosis y por lo tanto los efectos no deseados, brindando un mayor poder analgésico.
Finalmente, resulta primordial destacar que aunque son muchos los efectos colaterales que podemos
observar con drogas analgésicas, nuestros esfuerzos deben focalizarse en la hipotermia y la
hipotensión. Por esta razón, debemos prestar atención al efecto resultante de las interacciones que se
producen entre el paciente, las drogas y el entorno. Este último, debe ser considerado tanto o más
importante que los anteriores, ya que constituye en sí mismo un escenario que puede hacer exitoso o
no el tratamiento.

 

Bibliografía citada
1. Aguilar, R., Hernandez-Divers, SM., & Hernandez-Divers, SJ. Atlas de Medicina de
AnimalesExóticos. Editorial Inter-Medica. Buenos Aires, Argentina. 2010.
2. Baker BB, Sladky KK, Johnson SM. Evaluation of the analgesic effects of oral and subcutaneous
tramadol administration in red-eared slider turtles. Journal of the American Veterinary Medical
Association. 238(2): 220-227.2011
3. Bennett RA, Divers SJ, Schumacher J, et al. Roundtable. anesthesia. Bull AssocReptAmph Vet.
9:20–27. 1999.
4. Carpenter JW. Formulario de animalesexóticos. 2006.
5. de la Iglesia JA, Martinez-Guijarro FL, Lopez-Garcia C. Neurons of the medial cortex outer
plexiform layer of the lizardPodarcis hispanica: Golgi and immunocytochemical studies. The
Journal of comparative neurology. 341(2):184–203. 1994.
6. Doneley, B. Avian medicine and surgery in practice Companion and aviary birds Manson
publishing Ltd. 2010
7. Fleming G. Clinical technique: chelonian shell repair. Journal of Exotic Pet Med. 17:246–258.
2008.
8. Fleming GJ, Robertson SA. Assesment of thermal antinociceptive effects of butorphanol and
human observer effect on quantitative evaluation of analgesia in grenn iguana (Iguana iguana).
American Journal of veterinary Research. 73(10):1507–1511. 2012.
9. Fox, JG. Biology and diseases of the ferret. Lea &Febiger. 1988.
10. Gans C, Gaunt AS. Muscle architecture and control demands. Brain BehavEvol. 40:70.1992.
11. Greenacre CB, Takle G, Schumacher J, et al. Comparative antinociception of morphine,
butorphanol, and buprenorphine versus saline in the green iguana, Iguana iguana,
usingelectrostimulation. J Herpetol Med Surg 16:88. 2006.
12. Greenacre CB, Massi K, Schumacher JP & Harvey RC. Comparative antinociception of various
opioids and nonsteriodal anti-inflammatory medications versus saline in the bearded dragon
(Pogonavitticeps) using electrostimulation. Proceedings of Association of Reptilian and Amphibian
Veterinarians. 87-88. 2008.
13. Hawkins MG. The Use of Analgesics in Birds, Reptiles, and Small Exotic Mammals. Journal of
Exotic Pet Medicine. 15(3):177–192. 2006.Hernandez-Divers SJ, McBride M, Koch T, et al. Singledose
oral and intravenous pharmacokinetics of meloxicam in the green iguana (Iguana iguana).
Proceedings of Association of Reptilian and Amphibian Veterinarians. 106. 2004.
14. Hellebrekers, L. Manejo del dolor en medicina veterinaria,EditorialIntermédica. 2002.
15. Hernandez-Divers SJ, Papich M, Mcbride M, et al. Pharmakokinetics of meloxicam following
intravenous and oral administration in green iguana (Iguana iguana). American Journal of
veterinary Research. 71(11):1277–1283. 2010.
16. Hinsch H, Gandal CP. The effects of etorphine (M-99), oxymorphonehydrochlo- ride and
meperidine hydrochloride in reptiles. Copeia 404. 1969.
17. Hubbell, JA. & Muir, WW. Manual de anestesia veterinaria. Manual de anestesia veterinaria. 2001.
18. Iriarte, SM., Bermejo, TL., & Echeverría, EF. Fármacos opioides en la terapéutica de aves rapaces
opioiddrugsused in thetreatment of birds of prey. Revista Complutense de Ciencias Veterinarias.
2007.
19. Jiménez J. Manual Clínico de animales exóticos. Mutimédica Ediciones Veterinarias. 2009.
20. Kummrow MS, Tseng F, Hesse L, et al. Pharmacokinetics of buprenorphine after single-dose
subcutaneous administration in red-eared sliders (Trachemysscriptaelegans). Journal of Zoo and
Wildlife Medicine. 39:590. 2008.
21. Lawton MPC. Pain management after surgery. Procedding of North American Veterinary Conf;
782. 1999.
22. Lewington, J. Ferret husbandry, medicine and surgery (No. Ed. 2). Elsevier. 2007.
23. Liang YF, Terashima S. Physiological properties and morphological characteristics of cutaneous
and mucosal mechanical nociceptive neurons with A-delta peripheral axons in the trigeminal
ganglia of crotaline snakes. The Journal of comparative neurology. 328(1):88–102. 1993.
24. Mosley CAE, Dyson D, Smith DA. Minimum alveolar concentration of isoflurane in green iguanas
and the effect of butorphanol on minimum alveolar concentration. Journal of the American
Veterinary Medical Association. 222(11):1559–64. 2003.
25. Mosley CAE. Pain and Nociception in Reptiles. Veterinary Clinics of Exotic Pets. 14:45-60. 2011.
26. Oglesbee, BL. La consulta veterinaria en 5 minutos: hurones y conejos. 2008.
27. Olesen MG, Bertelsen MF, Perry SF, Wang T. Effects of preoperative administration of
butorphanol or meloxicam on physiologic responses to surgery in ball pythons. Journal of the
American Veterinary Medical Association. 233(12):1883–8. 2008.
28. Quesenberry (ed): Ferrets, Rabbits, and Rodents. Clinical medicine and surgery, Philadelphia, WB
Saunders. 1997.
29. Read MR. Evaluation of the use of anesthesia and analgesia in reptiles. Journal of the American
Veterinary Medical Association. 224(4):547–52. 2004.
30. Reiner A. The distribution of proenkephalin-derived peptides in the central nervous system of
turtles. The Journal of comparative neurology. 259(1):65–91. 1987.
31. Riera, A. Manejo y tratamiento de animales exóticos, Editorial Intermédica. 2008.
32. Ritchie, B. W., Harrison, G. J., & Harrison, L. R. Avian Medicine: Principles and Applications-
Abridged Edition. Wingers Pubi. Inc. 1997.
33. Rojos-Solís C, Ros-Rodriguez JM, Vallis M. Pharmacokinetics of meloxicam (Metacam) after
intravenous, intramuscular, and oral administration in red-eared slider turtles
(Trachemysscriptaelegans). ProcConf Am Assoc Zoo Vet. 288 2009.
34. Schumacher J, Yelen T. Anesthesia and analgesia. In: Mader DR, ed. Reptile Medicine and
Surgery. 2nd ed. St Louis: Saunders/Elsevier. 442–452. 2006.
35. Sladky KK, Miletic V, Paul-murphy J. Analgesic efficacy and respiratory effects of butorphanol and
morphine in turtles. Journal of the American Veterinary Medical Association. 230(9):1–7. 2007.
36. Sladky KK, Kinney ME, Johnson SM. Analgesic efficacy of butorphanol and morphine in bearded
dragons and corn snakes. Journal of the American Veterinary Medical Association. 233(2):267–
273. 2008.
37. Sladky KK, Kinney ME, Johnson SM. Effect of opioid receptor activation on thermal
antinociception in red-eared slider turtles (Trachemysscripta). American Journal of veterinary
Research. 70(9):1072-1078. 2009.
38. Stoskopf MK. Pain and analgesia in birds, reptiles, amphibians, and fish. Investigative
ophthalmology & visual science. 35(2):775–80. 1994.
39. Thurmon, JC.Fundamentos de anestesia y analgesia en pequeñosanimales, directores John C.
Thurmon, William J. Tranquilli, G. John Benson, Essentials of small animal anesthesia and
analgesia. 2003.
40. Trnkova S, Knotkova Z, Hrda A, et al. Effect of non-steroidal anti-inflammatory drugs on the blood
profile in the green iguana (Iguana iguana). Vet Med; 52:507. 2007.
41. Tuttled AD, S MP, Dipl ACVCP, et al. Pharmacokinetics of ketoprofen in the green iguana (Iguana
iguana) following single intravenous and intramuscular injections. Journal of Zoo and Wildlife
Medicine. 37(4):567-570. 2006.
42. Vargas-Madrid, M. Restricción Química, Anestesia y Analgesia en Aves Rapaces. In Memorias de
la Conferencia Interna en Medicina y Aprovechamiento de Fauna Silvestre, Exótica y no
Convencional. 4(2). 2011.
43. Xia Y, Haddad GG. Majordifference in theexpression of delta- and muopioidreceptorsbetweenturtle
and rat brain. The Journal of comparative neurology. 436(2):202–10.
2001.

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